УДК 577. 112. 387 : 615. 21
Е.М.Дорошенко, Л.И.Нефёдов, В.Ю.Смирнов, И.И.Климович, А.Э.Мискевич
Сравнение нейрохимических эффектов таурина при внутримышечном и субконъюнктивальном введении
Институт биохимии НАН Беларуси,
Гродненский Государственный медицинский институт

Таурин (2-аминоэтансульфоновая кислота) является конечным продуктом превращений серусодержащих аминокислот, относительно незаменимым нутриентом, обладающий свойствами нейромодулятора [1-3]. Метаболические сдвиги при назначении фармакологически активных доз таурина [4-9] патогенетически обосновывают рациональность его применения для целенаправленной коррекции метаболического дисбаланса и предполагают разработку лекарственных препаратов на его основе при заболеваниях центральной нервной системы [4].

Одновременно известно, что метаболические воздействия, влияющие на уровень таурина в организме, приводят к выраженным изменениям аминокислотного пула в физиологических жидкостях и периферических тканях и вызывают дисбаланс фонда нейроактивных соединений. В особенности это характерно для ситуаций метаболического дисбаланса, возникающих на фоне сочетанных поражений печени и ЦНС [10,11].

Практически неисследованным остаётся регуляторное действие таурина на обмен нейромедиаторов и опосредованные им процессы формирования пула нейроактивных аминокислот, биогенных аминов и их метаболитов в различных по функциональной и метаболической направленности отделах головного мозга. Показано, что значительная часть нейрохимических эффектов аминокислот может быть реализована системными (энтеральным или парентеральным) способами их введения с одновременным воздействием на процессы формирования аминокислотного фонда в периферических тканях (печени, сердце, скелетных мышцах), характер которого необходимо учитывать при разработке способов целенаправленной коррекции метаболического баланса [12,13].

Так как проницаемость таурина в мозг при периферических способах его введения относительно невысока, а также учитывая особенности кровоснабжения некоторых структур ЦНС, в частности, гипоталамуса, субконъюнктивальное введение препарата, по нашему предположению, оправдано для для выяснения регуляторного действия его эндогенных концентраций, так как позволяет обеспечить прямое поступление таурина в мозг.

Целью данной работы было исследование влияния таурина, вводимого субконъюнктивально, на формирование пула свободных аминокислот головного мозга, а также гипоталамуса как отдела, в который, из-за особенностей строения гематоэнцефалического барьера, таурин проникает при субконъюнктивальном введении. Для сравнения нами были исследованы также эффекты внутримышечного введения таурина в дозе, рекомендуемой для включения таурина в состав искусственных смесей для энтерального питания. Внутримышечный способ введения был применён нами для корректности сравнения эффектов таурина, полученных при его субконъюнктивальном введении, которое можно отнесено к парентеральным. Энтеральные способы введения таурина обуславливают особенности его фармакокинетики, связанные с его конъюгацией с желчными кислотами в ткани печени.
 

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
 

В эксперименте использовались белые беспородные крысы-самки массой 150-180 г, находившиеся на обычном рационе вивария со свободным доступом к воде. Первой опытной группе животных в течение 30 дней вводили таурин субконъюнктивально в суммарной дозе 360 мг/кг, в объеме 60 л 4% раствора в сутки. Контрольные животные аналогичным образом получали изотонический раствор хлорида натрия. Второй опытной группе таурин в виде 4% раствора вводили внутримышечно ежедневно в течение 30 сут в дозе 40 мг/кг в сутки. Контролем в данном случае служили животные, получавшие аналогичным образом изотонический раствор хлорида натрия.

Забор материала для исследования

Крыс забивали декапитацией. Кровь (200 мкл) собирали в гепаринизированные пробирки и получали плазму центрифугированием на холоду. Образцы тканей (печени, головного мозга) забирали в течение 1 мин после забоя и фиксировали в жидком азоте. Головной мозг извлекали и Гипоталамус препарировали на холоду [14]; пробы фиксировали в жидком азоте в течение 2 мин после забоя. Выбор гипоталамуса в качестве объекта исследования обусловлен тем, что в нем наиболее высока проницаемость гематоэнцефалического барьера (что может означать высокую функциональную активность систем активного транспорта). Кроме этого в гипоталамусе представлены практически все трансмиттерные системы ЦНС, в том числе значительная часть серотонинергических нейронов.

Оборудование и реактивы

В работе использовали: стандарты аминокислот, биогенных аминов и их метаболитов фирм Fluka, Serva, Sigma, Reanal; остальные реактивы - отечественного производства (квалификации не ниже хч) или фирмы "LaChema" (ЧСФР). Органические растворители имели квалификацию "осч для жидкостной хроматографии". Экстракционные среды и подвижные фазы, а также растворы стандартов готовили с использованием воды для ВЭЖХ, полученной тройной дистилляцией в стеклянном аппарате с последующим пропусканием через патрон "Norganic" и фильтрованием через мембранный фильтр HATF 0,45 мкм (Millipore, США). Хроматографические определения и отработку методов проводили на хроматографе Waters (Waters Assoc., США) и автоматическом хроматографе Т-339 (ЧСФР). В работе использовались: системы подачи растворителя М501, модуль термостатирования колонок ТСМ, инжектор Rheodyne 7125, детектор флуоресценции М420. Прием и обработка хроматографических данных осуществлялась с помощью программно-аппаратного комплекса "МультиХром-1" (а/о "МультиХром", г.Москва; версия программного обеспечения - 2.67).

Анализ аминокислот в плазме крови и ткани головного мозга

Количественная и качественная идентификация свободных аминокислот и их дериватов проводилась катионообменной хроматографией одноколоночным методом [15,16] на автоанализаторе аминокислот Т-339 (Чехия). После нанесения кислотного экстракта физиологических жидкостей или тканей на аналитическую колонку (22,0 х 0,35 см), заполненную сферическим катионообменником LGAN 2B (размер частиц 8 мкм) ("Lachema", Чехия) хроматографическое разделение исследуемых соединений последовательно осуществлялось пятью Li-цитратными буферами. Скорость потока растворов 14 мл/час, рабочее давление на колонке 2,5-3,5 МПа. Температура анализа дискретно повышалась в середине аналитического цикла с 40 до 62°С. Количественное содержание каждого компонента спектра исследуемых соединений оценивалось по реакции с 1% раствором нингидрина (скорость протока 12 мл/час) в капиллярной бане при 100°С при длине волны 520 нм после прохождения через проточную кювету однолучевого фотометра. Сигнал с выхода фотометра поступал на программно-аппаратный комплекс "МультиХром-1", где происходила регистрация, обработка, идентификация пиков и вычисление концентраций по площадям пиков.

Качественная идентификация и количественная оценка полученных значений производилась программой путем сравнения результатов анализа исследуемых биологических объектов со стандартной калибровочной кривой искусственной смеси аминокислот и нингидринположительных компонентов. Последняя содержала равные количества определяемых соединений по 250 нмоль/мл каждого и в качестве внутреннего стандарта в нее добавляли в той же концентрации норлейцин (концентраты стандартных смесей фирмы "Calbiochem", США).

Определение нейроактивных аминокислот в гипоталамусе

В связи с недостаточной чувствительностью метода ионнобменной хроматографии с нингидриновым детектированием определение уровней нейроактивных аминокислот в гипоталамусе проводили методом ВЭЖХ в хлорнокислых экстрактах. Образец ткани (20-80 мг) взвешивали и гомогенизировали в 10 объемах 0,2 М HClO4, содержащей внутренний стандарт - 2,5 мМ -аминовалериановую кислоту, а также 50 мг/л ЭДТА и 50 мг/л Na2S2O5 в качестве антиоксиданта.

Свободные аминокислоты разделяли методом обращенно-фазной хроматографии на колонке 3х150 мм, заполненной сорбентом Диасорб-130 С16Т (8 м) (Элсико, Россия) с изократическим элюированием (127 мМ Nа+ - ацетатный буфер рН 5,9 : ацетонитрил : тетрагидрофуран, 85:3:12) при скорости потока 0,8 мл/мин, температуре 30°С после предколоночной дериватизации с о­фталевым альдегидом и 2-меркаптоэтанолом и флуориметрическим детектированием (338/425нм). В качестве реагента для дериватизации использовали 0,4 % раствор о-фталевого альдегида в 0,4 М Nа-боратном буфере рН 9,4, содержащий 0,4 % -меркаптоэтанола. Дериватизацию проводили путем смешивания образца (содержащего 0,2 М HClO4) и реагента в соотношении 1:3; через 1,5 мин пробу нейтрализовали добавлением 0,5 М HClO4 в объеме, равном исходному объему образца, после чего пробу фильтровали через мембранный фильтр 0,45 мкм (Millipore) и немедленно вводили в хроматограф (объем ввода - 20 мкл) [17,18]. Время с момента начала дериватизации до ввода пробы поддерживалось постоянным из-за химической нестойкости изоиндольных дериватов аминокислот с о-фталевым альдегидом и -меркаптоэтанолом, особенно для Asp и Glu [19].

Математическая обработка результатов

Средние значения показателей в группах сравнивали с помощью Т-критерия Стьюдента с использованием статистических программ для медико-биологических исследований 3d из пакета ВМDР (BMDP Statistical Software).
 

РÅÇÓËÜÒÀÒÛ È ÎÁÑÓÆÄÅÍÈÅ

Внутримышечное введение таурина (табл. 1) приводило к повышению содержания в гипоталамусе аргинина и глицина, и практически не изменяло содержание таурина, как и других аминокислот-трансмиттеров. Не изменялось также и соотношение возбуждающих и тормозных аминокислот-трансмиттеров.

Субконъюнктивальное введение таурина вызывало тенденцию к повышению содержания в гипоталамусе нейротрансмиттера возбуждающего типа глутаминовой кислоты и приводило к повышению концентраций нейроактивных соединений тормозного типа - глутамина, таурина и ГАМК. Отношение суммы концентраций тормозных аминокислот-трансмиттеров (глицин, таурин и ГАМК) к возбуждающим имело выраженную тенденцию к росту (табл. 1).

Таким образом, субконъюнктивальное введение таурина способно индуцировать более существенные сдвиги в содержании нейроактивных аминокислот гипоталамуса, чем системное (внутримышечное) введение даже в более высокой дозе. В то же время, при субконъюнктивальном введении препарата нами не было зарегистрировано статистически значимых изменений в содержании аминокислот и их производных в целом мозге животных, хотя таковые наблюдались после внутримышечного введения (снижение уровней фосфоэтаноламина, аспартата и серина) (табл. 2). Внутримышечное введение таурина в течение 30 сут, кроме того, привело к снижению в плазме крови концентраций серина, изолейцина и лейцина (табл. 3). Ни субконъюнктивальное, ни внутримышечное введение таурина в указанной дозе практически не вызвало изменений в формировании фонда свободных аминокислот и их производных в печени (табл.4).

Полученные результаты подтверждают существование специфических для гипоталамуса систем транспорта таурина и возможность воспроизведения в этой структуре нейрохимических эффектов, индуцируемых таурином, при длительном субконъюнктивальном введении. К этим эффектам, очевидно, следует отнести изменение соотношения тормозных аминокислот-трансмиттеров [20,21,22] к возбуждающим преимущественно за счет роста содержания тормозных.

Можно также предположить, что рост содержания ГАМК в гипоталамусе при субконъюнктивальном введении таурина не был связан с усилением ее синтеза так как на этом фоне отчётливо видна тенденция к повышению уровня глутамата (табл. 1). Возможно, длительное введение таурина явилось причиной ингибирования активности глутаминазы в нейрональном компартменте, на что указывает значительный рост содержания глутамина при менее выраженном изменении в содержании глутамата. Предположение об усилении синтеза глутамина в глие менее вероятно из-за повышения содержания ГАМК, которая является предшественником глутамина [22].

Таким образом, периферические (системные) способы введения таурина позволяют получить нейрохимические сдвиги при длительном введении, из чего вытекает возможность применения таурина для коррекции дисбаланса в содержании свободных аминокислот в структурах ЦНС, т.е. практического использования нейромодуляторных свойств таурина. Однако, несмотря на большую длительность эксперимента, нам не удалось достичь такой выраженности эффектов, как после инстилляций препарата в конъюнктивальный мешок в существенно более низкой дозе. В последнем случае не отмечалось влияния препарата на аминокислотный фонд на периферии. В пользу существования специфической системы транспорта таурина в гипоталамические структуры свидетельствует то, что в целом мозге при субконъюнктивальном введении препарата не наблюдалось изменений в содержании аминокислот, хотя таковые имели место после внутримышечного введения.

Таблица 1

Содержание свободных аминокислот в гипоталамусе крыс после длительного внутримышечного и субконъюнктивального введения таурина, нмоль/г ткани
Показатель  Контроль 

(в/м введение) 

Таурин в/м 

40 мг/кг в сутки, 30 сут 

Контроль, субконъюнктивальное введение  Таурин, субконъюнктиваль 

ное введение 

Asp 2087309  2930224 2244290 3209361* 
Glu 

возб AK (В) 

9352,7300 

11440609 

10495426 

13426652 

9141699 

113879090 

111152933 

14325655 

Ser 750,972,1  721,5137,9 1816,7940,9 2171,5989,2 
Gln 2962492,5  3858,7513,2 3542,4891,1 7428,11246,8* 
Arg 368,673,4  670,349,3+ 1673,21402,3 408,5131,4
Gly 1177,1103  171592+ 1412321 2062357 
Thr 1068,4124  1460,8164,0 1242,9228,2 1640,2139,1 
PEA 1281,1195  991,7890 961,6135,6 1760,6277,4 
Ala 258,339,4  254,024,3 569,6199,4 311,822,9 
-ala 54,413,96  132,253,9 99,519,0 116,621,9 
Tau 2810,7482  2268,9318,0 1908,9547,1 3257,5150,9* 
GABA 

торм AK (Т) 

4649778 

86381364 

6043,1398,6 

10679810 

4707,8523,0 

80291391 

7929,4991,6* 

132501501 

AK 544974640  649144425 5340111047 802249045 
Т/В  0,755 0,795  0,705 0,925 
+ - p<0,05 по отношению к контролю (внутримышечное введение)

* - p<0,05 по отношению к контролю (субконъюнктивальное введение)

Таблица 2

Содержание свободных аминокислот и их производных в целом мозге крыс после длительного внутримышечного и субконъюнктивального введения таурина, нмоль/г ткани
Показатель  Контроль 

(в/м введение) 

Таурин в/м 

40 мг/кг в сутки, 30 сут 

Контроль, субконъюнктивальное введение  Таурин, субконъюнктивальное введение 
CA 68,79,5  56,64,8 58,53,6 54,64 
Tau 4854172,4  4240,2206,4 4339231,5 3970421,5 
PEA 1738,658,  1490,452,6+ 1685,2122,8 1427,6142,5 
Asp 3166,6179  2604,4160,6+  8991,75808,7  2358,8520,4
Thr 763134,6  580,8143,5 664,2315,6 724,6133,4 
Ser 118965,7  887,473,8+ 917,750,4 884113 
Glu 1066,8275  7710,81898,4  10591,7620,9  9441953,9
Gln 7662,2152  5161,8466,4 7922,21158,9 10796,83564,3
Gly 1613,6140  1377,879,6 1548,599,5 1189,2173,5 
Ala 915,665,1  808,268,3 786,239,7 78279 
Val 32524,2  237,734,9 238,745,9 245,221,2 
Cys 241,221,9  - -  -
Ile 461,685,1  541,47,7 537,510 445,265,6 
Leu 463,648,8  404,65,3 33554,2 495,5122,3 
Tyr 34830,2  3542,4 301,584,5  410,554
Phe 146,644,1  119,65,6 1249 130,228,5 
GABA 2635,235  227973,6 2484,7110,8 2213,2190,7 
EA 43118,8  36731,6 416,515,6 388,657,5 
NH3  1170,250 1017,2121,3 1227,5139,7  1637369
Lys 23632,9  284,2131,3 202,545,4 374,7198 
His 164,847  9512,3 132,725,4  188,683,6
+ - p<0,05 по отношению к контролю (внутримышечное введение)

* - p<0,05 по отношению к контролю (субконъюнктивальное введение)

Таблица 3

Содержание свободных аминокислот и их производных в плазме крови крыс после длительного внутримышечного и субконъюнктивального введения таурина, М
Показатель  Контроль 

(в/м введение) 

Таурин в/м 

40 мг/кг в сутки, 30 сут 

Контроль, субконъюнктивальное введение  Таурин, субконъюнктивальное введение 
CA 3,80,5  5,50,9 1510,7  7,31,4
Tau 237,438,6  317,732,1 262,731,8 198,39 
Asp 39,65,0  32,23,6 38,79 361,0 
Thr 304,647,7  315130,2 305,2179,2 290,794,7 
Ser 556,257,1  378,261,5+ 431,7105,2 423,770,5 
Glu 731,8101  698,257,6 616,7107,6 682,394,7 
Gly 378,845,6  419,523,7 392,252,7 756346,7 
Ala 1172,6112  1558,7128,4 1444,5453,9 1056464,4 
-ABA 99,86,9  793,6 7810  1120
Val 253,426,5  28324,5 292,754,9 278,764,9 
Cys 86,610,6  150,230,4 162,567,5 15543,2 
Met 121,711,3  85,516,5 89,525,5 270 
Ile 310,449,0  153,36,4+ 121,754,5 175,336,7 
Leu 229,813,7  33518,6+ 363144,7 27264,9 
Tyr 995,2  165,734,6 25639,8 235,7100,1 
Phe 5417,6  105,717,5 117,319,7 11616,2 
EA 78,617,3  73,53,3 - 4821,3 
NH3  271,429,1 305,235,5 -  32149,4
Orn 638  61,713,3 75,226,9 60,57,5 
Lys 278,855,7  20243 415,793,6  366,3126,3
His 98,819,8  94,78,8 173,774,2 146,740,8 
+ - p<0,05 по отношению к контролю (внутримышечное введение)

* - p<0,05 по отношению к контролю (субконъюнктивальное введение)

Таблица 4

Содержание свободных аминокислот и их производных в печени крыс после длительного внутримышечного и субконъюнктивального введения таурина, нмоль/г ткани
Показатель  Контроль 

(в/м введение) 

Таурин в/м 

40 мг/кг в сутки, 30 сут 

Контроль, субконъюнктивальное введение  Таурин, субконъюнктивальное введение 
CA 246,249,8  227,840,6 259,714,4 36834* 
Tau 2525293,8  2512231 2262564,0 2286,2230,1 
PEA 1963,7547  1461,2177 1365,2412,7 928,286,3 
Urea 9130  2415,52149,5  1112,7750,9 469,3146,4
Asp 2865,2297  2972,6321,1 1948,7283,7 1793,8485,6 
Thr 622243,6  761,3320,8 513,3273,4 494,7137,9 
Ser 2545262  1941414,6 1837,7342,5 2165,8171,8 
Glu 1964531,2  1588114,4 1377240,1 1953343,7 
Gln 8534,7887  8047,2468,3 7003,5698 6168,4371,7 
Pro 3759,7738  55511007,5 19058,28070,7 11905,45522,6
Gly 2664,2314  3368,8380,1 3020534,7 2880,2480,6 
Ala 6412,7604  6831,2366,5 6015990,1 7883,6195,5 
Val 220,786,7  174,429,2 27260,6 237,8108,7 
Cys -  - 346,0  47,69,8
Met 115,566,1  33,76,5 171,765,4 5826,4 
Ile 36473,1  350,790,4 302,2120 365,8101,4 
Leu 34388,4  402,457,5 379,7114,7 421,677,6 
Tyr 250,776,4  201,756,4 137,259,6 162,441,2 
Phe 9621,7  12516 188,5118,5  156,655,2
-Ala 697,5194  539,484,6 548,2180,5 404,7189,5 
EA 676,2134  636,427,4 520,222,2 63460,7 
NH3  9752,5805 2197,8278,5 2499,75425,7  10929,85192,2 
Orn 433,5173  255,410,0 225,567,7 189,631 
Lys 592,54061  249,261,9 370,5120,4 580,2124,8 
His 328,21219  324,6123,1 822,788,1 76569,6 
* - p<0,05 по отношению к контролю (субконъюнктивальное введение)


Литература
  1. Гуревич В.С. Таурин и функция возбудимых клеток. - Л.: Наука, 1986.
  2. Маньковская И.М., Вавилова Г.Л., Харламова О.Н. Носарь В.И., Братусь Л.В. Влияние таурина на активность транспортных АТР-аз и ферментов энергетического обмена в разных тканях крыс при острой гипоксической гипоксии // Укр. биохим. ж. - 1992. - Т.64, №6.
  3. Шустова Т.И., Машкова Н.Ю., Черкашина Е.М., Докшина Г.А. Влияние таурина на содержание калия, кальция и натрия в крови и тканях крыс // Вопр. мед. химии. - 1986. - Т. 32, №4.
  4. Huxtable R., Pasantes-Morales H. Taurine in Nutrition and Neurology. - N.Y.: Plenum Press, 1978.
  5. Huxtable R.J. Physiological action of taurine // Physiol. Rev. - 1992.
  6. Kontro P. Transport and metabolism of taurine and hypotaurine in the brain. Acta Univ. Ouleen. - 1980.
  7. Nakamura T., Ogasawa M., Koyama I., Nemoto M., Yoshida T. The protective effect of taurine on the biomembrane against damage produced by oxygen radicals // Biol. Pharm. Bull. - 1993.
  8. Nakashima T., Seto Y., Toshikazu N., Shima T., Iwai Y., Zeizo K., Okanque T., Kashima K. Calcium-associated cytoprotective effect of taurine on the calcium and oxygen paradoxes in isoleted rat hepatocytes // Liver - 1990.
  9. The role of amino acids in the brain / Quastel J.H., Marks V., Lajtha A., et al. - London. - N.Y.: Raven Press, 1979.
  10. Довганский А.П., Курцер Б.М., Зорькина Т.А. Печень при экстремальных состояниях. - Кишинев: Штинница, 1989.
  11. Фармакология и клиническое применение нейроактивных аминокислот и их аналогов / Под ред. Г.В. Ковалева. - Труды ВГМИ: Волгоград, 1985.
  12. Западнюк В.И., Купраш Л.П., Заика М.С. Аминокислоты в медицине. - Киев: Здоров'я, 1982.
  13. Нефёдов Л.И. Формирование фонда свободных аминокислот и их производных в условиях метаболического дисбаланса: Автореф. дисс... д-ра медицинских наук. - Минск, 1993.
  14. Glowinsky J., Iversen L.L. Regional studies of catecholamines in the rat brain. The disposition of [3H]-norepinephrine, [3H]-dopamine and [3H]-DOPA in various regions of the brain // J.Neurochem. - 1966. - V.13, N.8.
  15. Бенсон Дж. В., Патерсон Дж.А. Хроматографический анализ аминокислот и пептидов на сферических смолах и его применение в биологии и медицине. // Новые методы анализа аминокислот, пептидов и белков.- Ю.А. Овчинников (ред.) - М., 1974.
  16. Нидервайзер А., Патаки Дж. Новые методы анализа аминокислот, пептидов и белков: Пер. с англ. - М., Мир, 1974.
  17. Дорошенко Е.М. Формирование фонда биогенных аминов и нейроактивных аминокислот в головном мозге крыс при алкогольной интоксикации и отмене этанола. Автореф. дисс. … канд. биол. наук. Минск, 1994.
  18. Дорошенко Е.М., Нефёдов Л.И., Климович И.И., Смирнов В.Ю., Завьялова Г.Н., Нагацкий В.И. Содержание свободных аминокислот в тромбоцитах: взаимоотношения с аминокислотным пулом плазмы крови. Здравоохранение Беларуси, 1994. - №12.
  19. Alvarez-Coque M.C.G., Hernandez M.J.M., Camanas R.M.V., Fernandez C.M. Formation and instability of O- phthalaldehyde derivatives of amino acids // Anal.Biochem. - 1989.
  20. Davidson N. Neurotrasmitter Amino Acids // London - N.Y., 1976.
  21. De Feudis F.V., Mandel P. Amino Acid Neurotransmitters // N.Y.: Acad.Press, 1981.
  22. McGeer P.L., McGeer E.G. Amino acid neurotransmitters // Basic Neurochemistry / Eds. Siegel G., Agranoff B., Albers R., Molinoff P. - N.Y.:Raven Press, 1989.  
Summary
Ye.M.Doroshenko, L.I.Nefyodov, V.Yu.Smirnov, I.I.Klimovich, A.E.Miskevich.
Comparison of neurochemical effects of taurine after its intramuscular and subconjunctival administration

Key words: taurine, pharmacology, amino acid, neurotransmitters.

We investigated the influence of taurine after its subconjunctival administration (30 days, total dosage 360 mg/kg, in 60 l of 4 per cent solution) on the formation of the pool of free amino acids of the whole brain and hypothalamus of rats as well as the effects of intramuscular administration of taurine in doses recommended for its addition to the amino acid mixtures for enteral use (40 mg/kg per day, 30 days, as 4 per cent solution)

We showed the intramuscular taurine administration to have virtually no effect on the taurine concentration as well as other transmitter amino acids and ratio of the excitatory and inhivitory ones in the brain. Subconjunctival administration of taurine led to an increase of the ratio of inhibitory transmitter amino acids to excitatory ones. Therefore, the subconjunctival administration of taurine can induce more pronounced shifts in the concentrations of the neuroactive amino acids in the hypothalamus than its intramuscular administration even in higher dosage. However, we could not register any statistically significant changes in the concentrations of amino acids and their derivatives in the whole brain of animals though the changes were significant after intramuscular administration. Neither subconjunctival nor intramuscular administration of taurine did not induced any changes in the liver amino acid pool.

Our results confirm the existance of specific transport systems for taurine in the hypothalamus as well as the possibility to induce the neurochemical effects of taurine in this brain regio by prolonged subconjunctival administration. Peripheral (systemic) ways of the administration allow to obtain the neurochemical effects after multiple injections.


This page hosted by
Get your own Free Home Page
1