УДК 612.398.192:/617.58–002.18–88–092:616.13–004.6

Фонд свободных аминокислот в плазме крови больных активным туберкулезом легких

И.И. Климович, Е.М. Дорошенко

Гродненский Государственный медицинский университет МЗ Республики Беларусь, 230015, Гродно, Горького 80

Институт биохимии НАН Беларуси, г. Гродно, 230017, Гродно, БЛК-50

 

Abstract

Blood plasma free amino acid pool in patients with active lung tuberculosis

I.I. Klimovich, Ye.M. Doroshenko

Key words: amino acids, tuberculosis

          The pool of free amino acids in blood plasma of patients with active tuberculosis was investigated using ion-exchange chromatography with ninhydrin detection. It was stated that changes in amino acid concentrations may reflect the severity of patologic process in the lungs.

          The data presented can be useful for development of methods of target-oriented metabolic correction in the case of active tuberculosis.

Введение

          Наш интерес к изучению закономерностей формирования фонда свободных аминокислот и их производных у больных туберкулезом обусловлен тем, что изменениями в формировании аминокислотного пула сопровождаются практически все обменные нарушения. Аминокислоты участвуют в синтезе большинства эндогенных биологически активных соединений, структурных белков, ферментов, части гормонов, азотистых оснований, нейромедиаторов и др. [14,15,20,21,23,32]. Экзогенно поступающие аминокислоты, окисляясь, участвуют в энергообеспечении организма и подвергаются многочисленным превращениям [19]. Обмен этих соединений довольно жёстко контролируется различными биохимическими и физиологическими механизмами, определяющими относительно постоянные концентрации аминокислот в крови и тканях (аминокислотный фонд) [21,26]. Поэтому концентрация свободных аминокислот и их производных в физиологических жидкостях и тканях может являться своеобразным интегральным показателем гомеостаза, а закономерности формирования аминокислотного фонда в организме - объективно отражать состояние метаболического баланса. Концентрация свободных аминокислот и их производных сама по себе является регулирующим фактором многих узловых пунктов метаболизма [3].

          Изучение изменений, происходящих в содержании свободных аминокислот плазмы крови при туберкулезе легких, дает возможность получить представление о сущности метаболического дисбаланса при этом заболевании. Это придает такому подходу большое диагностическое и прогностическое значение [8,11]. У большинства больных туберкулезом легких наблюдается гипопротеинемия, гипоальбуминемия. В то же время нередко даже у больных с кахексией не обнаруживают дефицита белков и электролитов [7]. Это ставит вопрос внедрения более чувствительных методов диагностики имеющихся нарушений.

Целью настоящей работы явилось изучить содержание свободных аминокислот плазмы крови при активном туберкулезе легких и определить клиническое значение исследуемых показателей для дифференциальной диагностики, рациональной терапии и прогноза.

Обмен аминокислот у больных туберкулезом легких

          При туберкулезе легких нарушается тканевый обмен и развиваются дистрофические изменения в тканях. Важную роль в генезе дистрофий играет нарушение ферментативных процессов белкового обмена и изменение физико-химических свойств белкового и липидного компонентов клеток [1,2,6].

          Многие аминокислоты уменьшают цитотоксический эффект микробных экзотоксинов и тормозят развивающуюся дегенерацию клеток [4]. Так, серин и аланин снижают вирулентность микобактерий туберкулеза [25]. При лечении больных туберкулезом глицин, глутаминовая кислота, аргинин, цистин ослабляют побочные эффекты тубазида [18]. Туберкулезная интоксикация, всасывание продуктов аутолиза тканей приводит к значительному расстройству белкового и аминокислотного обмена [9,16]. При этом в первую очередь страдает печень, в которой при длительной туберкулезной интоксикации развивается жировая инфильтрация [5].

          Поражение легочной ткани при туберкулезе может в конечном счете сопровождаться нарушением тканевого дыхания, транспорта и всасывания аминокислот в кишечнике [31].

          Многочисленными исследованиями установлено, что различные проявления туберкулеза органов дыхания сопровождаются диспротеинемией, уменьшением содержания альбуминов и увеличением – α₁, α₂ и γ-глобулиновых фракций в сыворотке крови. Характер диспротеинемии находится в прямой зависимости от тяжести и распространенности туберкулезного процесса [30].

          Изучение аминокислотного обмена выявило у больных туберкулезом легких уменьшение содержания свободных аминокислот в сыворотке крови, наиболее значительные при фиброзно-кавернозной форме заболевания [27].

          Исследование аминокислотного состава крови у больных туберкулезом легких во время антибактериальной терапии и влияния на него витаминов В₆ и В₁₂, некоторых гормонов (АКТГ и кортизона), гемотрансфузий и внутривенных инъекций гидролизата белка выявило, что только у 7 из 171 больного содержание всех аминокислот было нормальным, у 164 человек имелись изменения в содержании отдельных аминокислот как в сторону увеличения, так и уменьшения [13]. Наиболее часто отклонение от нормы наблюдалось в группах: цистин + лизин + гистидин + аргинин + аспарагин; глутамин + аспарагиновая кислота + серин; глутаминовая кислота + треонин; аланин; пролин; тирозин; валин + метионин. Содержание триптофана, фенилаланина и лейцина изменялось незначительно. Более выраженные изменения в соотношении содержания отдельных аминокислот наблюдались при функциональной неполноценности печени. Связи между нарушением аминокислотного состава крови с применяемыми антибактериальными препаратами не удалось выявить в течение 1-3 месяцев лечения. Введение в лечебный комплекс гемотранофузий, гидролизата казеина, гормональных препаратов (АКГГ, кортизона) не оказало заметного нормализующего действия на аминокислотный состав плазмы крови больных туберкулезом легких. Применение в комплексной терапии витаминов В₁₂ и В₆ оказало нормализующее влияние на аминокислотный состав крови наблюдавшихся больных [13].

          Изучение характера действия туберкулостатических препаратов на обменные процессы у больных показало, что восстановление белкового и аминокислотного обмена происходит очень медленно [27].

          В ходе противотуберкулезной терапии зарегистрировано угнетение активности ряда ферментов, в связи с чем первые 3-4 месяца антибактериальный терапии ухудшалось состояние окислительных процессов в организме. По мере снижения туберкулезной интоксикации и адаптации к препаратам, показатели окислительных процессов выравнивались, но полное восстановление активности ферментов и показателей обмена АК происходило только спустя 1,5 года [13].

          У больных с инфильтративным туберкулезом легких и туберкуломой отмечался нормальный уровень глутаминовой кислоты и повышение содержания фенилаланина почти при всех формах туберкулеза [13]. В другой работе, наоборот, описано снижение в сыворотке крови многих аминокислот, в том числе глутамата [17]. При прогрессировании процесса отмечено нарастание дефицита в сыворотке крови тирозина, глутаминовой кислоты, глицина, гистидина.

          Как видно, результаты проведенных исследований носят разноречивый, а зачастую и взаимоисключающий характер. По-видимому, это объясняется плохой воспроизводимостью и несовершенством применяемых до недавнего времени методов определения аминокислот, лабильностью фонда свободных аминокислот, неодинаковым питанием пациентов.

Материалы и методы

Основные клинические группы больных

          Исследовали АСПК у 26 больных туберкулезом легких (табл. 1). Среди них инфильтративным туберкулезом страдали 17 человек, фиброзно-кавернозным – 9. У всех больных туберкулез был выявлен впервые; а в мокроте определялась БК. Среди 26 больных – только одна женщина; возраст больных 25-72 года.

Таблица 1

Распеределение больных туберкулезом легких по группам

          Длительность заболевания с момента выявления до 1 года отмечена у 11 человек, 1-3 года – у 15. Характер клинико-рентгенологических изменений у части больных туберкулезом легких свидетельствовал о длительном течении заболевания. В стационаре пациенты получали питание по нормам, установленным для туберкулезных больных.

          Продолжительность лечения больного в стационаре составила 186,5 дня. За это время большинство пациентов получало антибактериальную терапию, включавшую несколько препаратов (тубазид. стрептомицин, протионамид, этамбутол, метацил, фтивазид, пентоксил, канамицин, ингаляции солютизоном, преднизолон, метилурацил, ПАСК, рифадин, этионамид), назначались витамины В₁, В₆, проводилось переливание крови и плазмы.

          Исследование проводилось до лечения (I фаза) и при выписке (II фаза). Во всех случаях кровь до исследования забиралась натощак утром. Контрольную группу составляли 122 донора станции переливания крови г. Гродно, из которых женщин было 53, мужчин – 69 в возрасте от 18 до 55 лет. Доноры обследованы в различное время года и с учетом длительности донорства.

          При анализе результатов группа контроля выбиралась из числа исследованных здоровых лиц с учетом возраста, пола и времени года, что позволило нивелировать соответствующие отклонения. Средний возраст больных туберкулезом легких был 43,9 года. Подавляющее большинство всех больных были лица мужского пола и находились на лечении в основном в осенне-зимний период. Нами была составлена соответствующая контрольная группа, включающая 71 донора.

Подготовка материала и методы исследования

          У всех больных забор крови производился утром натощак.

          Кровь (6–8 мл) бралась из локтевой вены в гепаринизированные пластиковые пробирки, плазму получали путем центрифугирования крови в течение 15 минут при 3000 g, после чего плазму немедленно отсасывали и хранили до депротеинизации не более 1 суток при ‑18°С. К 4 мл плазмы для депротеинизации добавлялся равный обьем 3% сульфосалициловой кислоты, образец перемешивался и центрифугировался при 22000 об/мин при температуре 4°С в течение 1 часа, после чего экстракт замораживался при температуре -15°С. Супернатант концентрировали при температуре +40°С под вакуумом, полученный сухой остаток растворяли в 1 мл стандартного 0,2 Н натрий-цитратного буфера рН 2,2. Из этого количества брали 0,1 мл для нанесения на колонку автоматического аминокислотного анализатора НD 1200 Е.

Оборудование и реактивы

          Для определения аминокислот использовался автоматический анализатор аминокислот HD-1200E (Чехия). В работе использовали: стандарты аминокислот фирм Fluka, Serva, Sigma, Reanal; остальные реактивы фирмы "LaChema" (Чехия). Стандартные растворы аминокислот производства фирм "Calbiochem" и "Fluka AG". Органические растворители имели квалификацию "осч для жидкостной хроматографии". Экстракционные среды и подвижные фазы, а также растворы стандартов готовили с использованием воды, полученной тройной дистилляцией в стеклянном аппарате с последующим пропусканием через патрон "Norganic" и фильтрованием через мембранный фильтр HATF 0,45 мкм (Millipore, США) [29]. Прием и обработка хроматографических данных осуществлялась с помощью программно-аппаратного комплекса "МультиХром-1" (а/о "МультиХром", Россия; версия программного обеспечения - 2.67).

Анализ свободных аминокислот плазмы крови

          Количественная и качественная идентификация свободных аминокислот полученных образцов плазмы крови произведена ионообменной хроматографией с количественной оценкой элюата по реакции с нингидрином.

          Двухколоночный метод анализа аминокислот обеспечивает оптимальное разделение АК, содержащихся в плазме крови, а также более рациональный по сравнению с одноколоночными методами расход реактивов и экономию рабочего времени при необходимости идентификации АК только основного или только кислого и нейтрального характера [10,22]. Определение АК основного характера проведено по [28] в нашей модификации [12], кислых и нейтральных – по [22]. Исследование свободных аминокислот плазмы крови проводилось на автоматическом анализаторе аминокислот НD 1200Е. Разделение кислых и нейтральных аминокислот осуществлялось на колонке 6,8 х 560 мм натрий-цитратными буферами рН 3,25; 3,21; 4,25; 5,20, а основных – на колонке 5,3 х 140 мм буфером рH 5,28. Температура анализа + 50°С, весь цикл анализа занимает 4 часа.

          Для анализа свободных аминокислот использовались катионообменные иониты, поставляемые фирмой "Микротехна" (Чехия): "LGKS-802" (для анализа аминокислот основного характера) и "LGKS-80З" (дм анализа кислых и нейтральных аминокислот).

          Для раcтворения и нанесения образцов на колонку пользовались 0,2 М натриево-цитратным буферным раствором рН 2,2, в который в качестве внутреннего стандарта для контроля воспроизводимости результатов и стабильности нингидринового реактива добавлялся норлейцин (0,5 мкмоль/мл буферного раствора).

          Для предотвращения окисления метионина в буферные растворы для элюции кислых и нейтральных АК добавлялся тиодигликоль (2,5 мл/л буферного раствора). Во все буферные растворы добавляли Brij-35 (полигидроксиэтилен-лауриловый эфир) – смачивающий детергент, улучшающий разделение АК. Его раствор готовили растворением 25,0 г сухого вещества в 100 мл кипящей деионизованной воды и добавляли в буфера из расчета 3,2 мл/л, в качестве консервирующего агента для предотвращяния грибкового загрязнения буферных растворов использовалась каприлокая кислота, которая добавлялась из расчета 0,1 мл/л буфера.

          Для улучшения разделения пары треонин-серин, буферный раствор рН 3,25 готовили в двух видах: для стабилизации использовался раствор, имеющий рН 3,29 с добавкой 3,5% метилцеллозольва и 5% тиодигликоля, для элюции использовался буферный раствор, рН которого З,21. Чтобы разделение треонина и серина было наиболее полным, необходимо было регулировать также продолжительность нанесения пробы.

          Буферный раствор рН 4,25 ± 0,02, использовали для элюции нейтральных АК (валина, метионина, изолейцина, лейцина). Буферный раствор рН 5.28 ± 0,2 использовали на обеих колонках: а) на большей колонке для элюции слабоосновных АК (тирозина и фенилаланина); б) на малой колонке для стабилизации равновесного отношения H⁺ и Na⁺ на катионите после регенерации; в) на малой колонке для нанесения проб в процессе аналитического цикла; г) на малой колонке для элюции основных АК (лизина, гистидина, аргинина).

          Состав буферных растворов указан в табл. 2.

Таблица 2

Состав буферных растворов для определения аминокислот двухколоночным методом на анализаторе HD-1200E

          Корректировка рН проводилась раствором NaOH или НСl на основании результатов измерения рН и хроматограмм стандартной смеси аминокислот.

          В качестве детектирующего реагента использовали 2% раствор нингидрина, растворенного в метилцеллозольве, свободном от перекисей, с добавлением 4 М ацетатного буферного раствора рН 5,5.

          Натрий-ацетатный 4 М буфер рН 5,5 для приготовления нингидринового реактива готовили, растворяя 1088 г трехводного ацетата натрия в 800 мл кипящей деионизованной воды. После охлаждения раствора до комнатной температуры в него добавляли 200,0 мл ледяной уксусной кислоты, доводили объем до 2000 мл и фильтровали.

          В качестве стабилизатора готового нингидринового реактива применяли SnCl₂ (800 мг на литр реактива). Перед употреблением нингидриновый реактив выдерживался в холодильнике 12 часов для стабилизации.

          Образец стандартной смеси АК в количестве 0,2 мл (0,1 мкмоль каждой АК) после его разведения в 2,0 мл 0,2 Н натрий-цитратного буфера рН 2,2 наносился с помощью ручного насоса в дозировочные пипетки, откуда автоматически отбирался для анализа во время хода прибора. С целью предотвращения диффузии пробы в буферный раствор-носитель она отделялась от него двумя воздушными пузырьками.

          Регистрация хроматограмм осуществлялась с помощью двухканального самописца, оба канала которого были подключены к одному и тому же выходу фотометра, но были настроены на разную чувствительность. Весь цикл анализа занимает 4 часа, рабочее давление на большой колонке составляло 8-15 бар, на малой 3-5 бар.

          По предварительно установленной программе времени элюирующие, регенерирующие и стабилизирующие растворы непрерывно прокачивались микронасосами через две колонки с катионитом. Температура +50°С в колонках поддерживалась с помощью термостата. В момент достижения равновесия катионита пробы автоматически вводились в колонки, где диссоциированные катионы отдельных АК абсорбируются на свободных сульфогруппах ионита. Благодаря различной степени кислотности отдельных АК, различна и их скорость вымывания из ионита, чем обуславливается разделение смеси на зоны. Разделение аминокислот определяется фотометрически при прохождения элюата через капиллярный реактор, где происходит реакция аминокислот с раствором нингидрина. Эта реакция протекает при температуре 100°С. Зоны окрашенного раствора поступают в проточный фотометр, в котором измеряется экстинкция этого раствора при длинах волн 440 и 560 нм. Программированная подача проб из приемников согласована с параметрами прибора так, чтобы одновременно могли работать две колонки. В период регенерации и стабилизации большой колонки происходит анализ основных АК (лизина, гистидина, аргинина) на малой колонке и наоборот.

          При таком режиме работы АК разделяются на малой и большой колонке соответственно в следующем порядке: лизин, гистидин, аммиак, аргинин; аспарагиновая кислота, треонин, серин, глутаминовая кислота, пролин, глицин, аланин, цистин, валин, метионин, изолейцин, лейцин, тирозин, фенилаланин.

          Количественная характеристика для пролина проводилась по каналу 440 нм, концентрации остальных аминокислот определяли по каналу 560 нм. Сигнал с выхода фотометра поступал на программно-аппаратный комплекс "МультиХром-1" (Амперсенд, Россия), где происходила регистрация, обработка, идентификация пиков и вычисление концентраций по площадям пиков. Качественная идентификация и количественная оценка полученных значений производилась программой путем сравнения результатов анализа исследуемых биологических объектов со стандартной калибровочной кривой искусственной смеси аминокислот и нингидринположительных компонентов. Последняя содержала равные количества определяемых соединений по 250 нмоль/мл каждого и в качестве внутреннего стандарта в нее добавляли норлейцин в той же концентрации, что и в анализируемые пробы.

Математическая обработка результатов

          Сравнение исследуемых показателей проводили с применением Т-статистики и критерия Стьюдента. Статистическую обработка данных проводили с использованием программаы 3d из пакета ВМDР (BMDP Statistical Software) [24].

 

Результаты и обсуждение

          Изменения в АСПК больных туберкулезом легких изучались нами у больных с инфильтративным и фиброзно-кавернозным туберкулезом легких.

          При этом, учитывая литературные данные о том, что противотуберкулезное лечение в течение 3-4 месяца мало изменяет аминокислотный состав крови [2,13], мы исследовали АСПК до лечения и в конце лечения, т.е. с промежутком в 4-6 месяцев.

          У больных инфильтративным (17 больных) и фиброзно-кавернозным (9 больных) туберкулезом легких в I фазе исследования отмечалась гипоаминоацидемия, в основном за счет снижения уровней лизина, гистидина, аргинина, треонина, серина, глицина, изолейцина (табл. 3). В обеих группах больных в большинстве случаев отмечалось длительное течение заболевания и симптомы интоксикации.

          Необходимо подчеркнуть, что у больных первой группы отмечалось снижение концентрации валина, в то время как во второй группе больных снижалось содержание метионина (табл. 3). Последнее, возможно, указывает на некоторые токсические проявления действия противотуберкулезных препаратов и более длительное хроническое течение заболевания. Было снижено по сравнению с контролем содержание как заменимых (серин, глицин), так и незаменимых (лизин, гистидин, аргинин, треонин, валин, метионин, изолейцин) аминокислот. Снижение концентрации незаменимых АК было более выражено: об этом свидетельствует уменьшение соотношения концентраций незаменимых аминокислот к заменимым (табл. 4). Этот факт свидетельствует в пользу предположения, что процессы поступления и транспорта аминокислот в организм нарушены при данной патологии в большей степени, нежели их синтез de novo.

          Имело место умеренно выраженное увеличение соотношения ВСAA/AAA (табл. 4). Вышесказанное справедливо для обеих групп больных в I фазе исследования и более отчетливо выражено у больных фиброзно-кавернозным туберкулезом (вторая группа). Изменения подобного рода показаны в целом ряде исследований при других локализациях первичного туберкулезного очага [2] и вполне укладываются в общую картину метаболических нарушений, характерных для этой патологии. Они являются следствием инфицирования, интоксикации, нарушения питания и азотистого равновесия [2,17,25].

          Существенных отличий в АСПК в I фазе исследования в зависимости от формы патологического процесса (инфильтративный, фиброзно-кавернозный туберкулез) не выявлено (табл. 3). Последнее говорит в пользу неспецифического характера сдвигов в уровне свободных АК в результате туберкулезного процесса.

Таблица 3

Содержание свободных АК в плазме крови у больных обеих групп до лечения (мкмоль/мл; М ± m)

* Р<0,05 - между контролем м группой больных инфильтративным туберкулезом

** Р<0,05 между контролем и группой больных фиброзно-кавернозным туберкулезом

Достоверных различий между группами больных инфильтративным и фиброзно-кавернозным туберкулезом нет.

Таблица 4

Соотношение содержания ВСАА/ААА и незаменимых АК к заменимым в плазме крови больных

          После проведенного лечения (во II фазе исследования) АСПК пациентов с инфильтративным туберкулезом в значительной степени приближается к контрольному (табл. 5).

Таблица 5

Содержание свободных АК в плазме крови у больных инфильтративным тубеоркулезом до и после лечения (мкмоль/мл; М ± m)

* P <0,05 при сравнении контроля и II фазы

** P <0,05при сравнении I и II фаз

          В группе больных фиброзно-кавернозным туберкулезом (II фаза исследования) был снижен уровень пролина, что, по всей вероятности, можно объяснить использованием этой аминокислоты для образования соединительной ткани [14]. В общем АСПК II фазы приближался к контрольным величинам, но полной его нормализации к моменту выписки больных из стационара не происходило (табл. 6).

          Однако, показатели транспорта (особенно при фиброзно-кавернозной форме) и коэффициент соотношения незаменимых к заменимым АК практически нормализовались (табл. 4). Таким образом, при туберкулезном процессе в легких предлагаемые нами показатели оценки АСПК являются в полной мере информативными (достоверными) признаками клинического благополучия и эффективности проведенного лечения.

          Больной Б., 49 лет, поступил в областной противотуберкулезный диспансер с жалобами на кашель, повышение температуры по вечерам. В результате клинико-рентгенологического обследования выставлен диагноз: инфильтративный туберкулез легких в фазе распада, БК+. АСПК до лечения характеризовался гипоаминоацидемией. Концентрации лизина составила 0,2 мкмоль/мл, серина 0,16, гистидина 0,09, аргинина 0,07, треонина 0,3, глицина 0,15, валина 0,2, изолейцина 0,05 мкмоль/мл.

          В результате проведенного противотуберкулезного лечения тубазидом (77,2 г), этионамидом (93,0), рифадином (11,4), фтивазидом (7,0), ультразвук, туберкулинотерапия, интратрахеальные вливания, ингаляции, метандростенолон, АСПК практически нормализовался. Концентрация лизина составила 0,25 мкмоль/мл, гистидина 0,18, аргинина 0,16, треонина 0,58, серина 0,32, глицина 0,27, валина 0,32, изолейцина 0,09; фенилаланина 0,06 мкмоль/мл.

Таблица 6

Содержание свободных АК у больных фиброзно-кавернозным туберкулезом до и после лечения (мкмоль/мл; М ± m)

* P<0,05 при сравнении контроля и II фазы

** P<0,05 при сравнении I и II фаз

Литература

1. Авербах М.М., Литвинов В.И. Иммунитет и аллергия при туберкулезе – В кн.: Туберкулез органов дыхания. М., 1981, С. 61-77.

2. Адамович В.Н. Дифференциальная диагностика туберкулеза и других заболеваний легких // Дифференциальная диагностика туберкулеза органов дыхания: Сб. научн. трудов. –М., 1984.-С.4-12.

3. Аминокислоты и их производные в регуляции метаболизма. / Кричевская А.А., Лукаш А.И., Шугалей В.С., Бондаренко Т.И; Под ред. Броновицкой З.Г. - Ростов.: "Ростовский университет", 1983. - 110с.

4. Аркадьева Г.Е. Превентивное действие аминокислот на клетки тканевой культуры и целостный организм при воздействии микробных токсинов. Труды Ленинградского химико-фарм. инст.-1965.-Т.18. – С. 159-164.

5. Артуллаева Д.Я. Функциональное состояние печени и коры надпочечников у больных туберкулезом легких при длительной антибактериальной терапии; Автореф. Дисс. ... канд.мед.наук. Ташкент. -1972. – 23 с.

6. Бронхопульмонология /Г.И. Лукомский, М.Л. Шулутко, М.Г. Виннер, А.А. Овчинников. – М.: 1982, – 398с.

7. Вретлинд А. Общие аспекты парентерального питания больных со злокачественными новообразованиями // Вестник АМН СССР, 1985. – № 7. – С. 7-14.

8. Горожанская Э.Г., Бекир-Заде Г.М., Мухина Э.С., Сквабченко Н. Некоторые биохимические аспекты парентерального питания у онкологических больных // Вестн. АМН СССР. – 1985. – № 7. -С. 22-24.

9. Гурьева И.Г., Каминская Г.О. Перспективные направления биохимических исследований во фтизиатрии // Сб. тр. ин-та ЦНИИ туберкулеза. – 1980. – Т.30. – С. 80-85.

10. Дэвени Т., Герей Я. Аминокислоты, пептиды и белки. М.: Мир, 1976. – С. 171-186.

11. Западнюк В.И., Купраш Л.П., Безверхая И.С. Аминокислоты в медицине. – Киев. – 1982. – 198 с.

12. Климович И.И. Некоторые приёмы оптимизации определения свободных аминокислот у больных нагноительными заболеваниями лёгких и плевры методом ионообменной хроматографии // Тезисы докладов II республиканского съезда врачей лаборантов. Вопросы лабораторной диагностики. Минск 1981. С.38-39.

13. Колб В.Г., Фирсова Л.П. К вопросу изыскания средств патогенетической терапии, нормализующих аминокислотный состав крови больных туберкулезом легких // В кн.: Вопросы борьбы с туберкулезом. Минск. 1964. – С. 147-152.

14. Мусил Я., Новакова О., Кунц К. Современная биохимия в схемах: Пер. с англ. - М., Мир. 1981. - 216с.

15. Обмен аминокислот / Под ред. А.Е. Браунштейна. — Тбилиси: Мецниереба, 1967. — 251с..

16. Рак легких по материалам стационара противотуберкулезного диспансера / Т.И. Дербикова, Т.А. Колпакова, Ю.Г. Зелинский, Т.В. Падерина. Пробл. Туберкулеза. – 1985. – № 2. – С. 31-35.

17. Хаютина Е.С. Содержание свободных аминокислот в крови и моче больных туберкулезом легких на ранних этапах антибактериального, хирургического и сочетанного лечения с нероболом: Автореф. дис. ... канд.мед.наук. – М. – 1973.

18. Almedia P.N., De Campos L.E., Rodriges F., De Olivera G.A. Reduction of toxicity of the high doses of isoniazid by its association with glutamic acid // Acta tuberc. Scand. – 1960. – Vol. 38, N 2. – P. 168-177.

19. Amino Acids (Chemistry, Biology, Medicine) / Ed. Lubec C., Rosental J.A. — N.Y.: Escom, 1990. — 1196 p.

20. Amino Acids: Metabolism and Medical Applications / Ed. by G.L. Blackburn et al. — Boston: Wright PSG, 1983. — 520 P.

21. Bender D.A. Amino Acid Metabolism. - N.Y.: J. Willey & Sons, 1975. - 386 p.

22. Benson J.Ir. Multipurpose resins for analysis of amino acids and ninhydrin positive compounds in hydrolysates and physiological fluids // Anal. Biochem. – 1972. – Vol. 50. – P. 477-437.

23. De Feudis F.V., Mandel P. Amino Acid Neurotransmitters. - N.Y.: Acad.Press, 1981. - 571 p.

24. Dixon W. Biomedical Computer programs P-series. - Bercley, Univ. Calif. Press, 1977. - 210 p.

25. Dubus R.J. Toxic effect of diserine on virulent human tubercule bacilli // Am. rev. of tuberculosis. – 1949.-Vol. 60, N 3. – p. 385.

26. Holden G.T. Amino acid pools. Distribution, formation and function of free amino acids.– Elsevier, Amsterdam, 1962. – 817 p.

27. Jonson J.R., Wakefield S.L., Lurk J.L. Serum proteins in pulmonary tuberculosis // Dis. Chest. – 1967. – V.52, N. 6. – P. 732-775.

28. Moore S., Spackman D.H., Stein W.H. Chromatography of amino acids on sulfonated polystyrene resins. An improved system // Anal. Chem. – 1958. – Vol. 30, N. 7. – P. 11-85.

29. Scott R.P.W. Liguid chromatography: past, present and future // J. Liguid Chromatogr. — 1987. — V. 10, N.8—9. — P. 1547-1569.

30. Villagio San Sandolo Variation of serum proteins in tuberculosis patients after 1 month of 1 JNH tharapy // Am. Rev. of Tuberc. – 1955. – Vol. 71, N 3. – P. 71.

31. Wildhirt E. Tuberculose und Lebererkrankungen // Med. Klin. – 1965. – Bd. 60, N 27. – S. 1065-1069.

32. Wurtman R., Heffi F., Melamed E. Precursor control of neurotransmitter synthesis. // Pharmacol.Rev. — 1980. — V.32. — No.4. — pp. 315-335.

Поступила в авторской правке - 26.08.2003